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InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020 (enero-junio)
Borja et. al.
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS
POR QUITOSANA OBTENIDA DE RESIDUOS
DE CAMARÓN EMPLEANDO UNA MEZCLA
DE CLORURO DE CALCIO/METANOL/AGUA
COMO DISOLVENTE
TRIAZINES ADSORPTION BY CHITOSAN OBTAINED FROM
SHRIMP WASTE BY A CALCIUM CHLORIDE/METHANOL/WATER
MIXTURE AS A SOLVENT
Aranys Borja-Urzola
1
*, Marisela Bernal-González
1
,
Rolando García-Gómez
1
, Ronny Flores-Ortega
2
& María Durán-Domínguez-de-Bazúa
1
Recibido: 14 de marzo 2020 / Aceptado: 26 de junio 2020
Publicado en línea: 2 de julio 2020
DOI: 10.26807/ia.v8i2.138
Palabras claves: Disolvente MAC-141©, quitosana, residuos de camarón,
triazinas
Keywords: Chitosan, MAC-141© solvent, shrimp waste, triazines
1 Universidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Química, Departamento de Ingeniería Quí-
mica, Laboratorios de Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental, México D.F., México
(*correspondencia: araborurz@hotmail.com marisela_bernal2000@yahoo.com.mx; rolandoga2000_a
@yahoo.com; mcduran@unam.mx)
2 Universidad Central del Ecuador, Facultad de Ciencias Químicas, Laboratorio de Química Ambiental y
Sostenible. Quito, Ecuador (raflores@uce.edu.ec)
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InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
RESUMEN
En este estudio se evaluó la capacidad de adsorción de la quitosana obtenida
de residuos de camarón previamente caracterizada frente a herbicidas de la fa-
milia de las triazinas. La extracción de quitina y la obtención de quitosana se
realizó empleando: un disolvente patentado por la Universidad Nacional Au-
tónoma de México, el disolvente MAC-141© (este disolvente es una mezcla
estequiométrica de 1 mol de metanol, 4 moles de agua y 1 mol de cloruro de
calcio), ultrasonido y temperatura. La caracterización del compuesto final se
realizó por análisis elemental, espectroscopía infrarroja, microscopía electró-
nica de barrido, análisis termogravimétrico y resonancia magnética nuclear. El
uso del disolvente MAC-141©, permitió obtener quitosana con un porcentaje
de desacetilación en un rango del 40-44 %, mientras que la caracterización
química mostró que se obtuvo un sólido estable a temperaturas inferiores a los
280 °C, con poros en la superficie. La quitosana adsorbió las triazinas disueltas
en agua a un pH de 3,6 y concentraciones cercanas a 1 mg/L.
ABSTRACT
The adsorption capacity of chitosan obtained from shrimp residues against her-
bicides of the triazine family was evaluated. The extraction of chitin and its
transformation into chitosan was carried out using: the solvent MAC-141©
patented by Universidad Nacional Autónoma de México (which consists of 1
mole of methanol, 4 moles of water, and 1 mole of calcium chloride) ultrasound
and temperature. The characterization of the final compound was carried out
by applying elemental analysis, infrared spectroscopy, scanning electron mi-
croscopy, thermogravimetric analysis, and nuclear magnetic resonance. The
chitosan obtained had a percentage of deacetylation in a range of 40-44 %,
while the chemical characterization showed that it was possible to obtain a sta-
ble compound at temperatures lower than 280 °C and with pores on the surface.
Chitosan was able to adsorb triazines dissolved in water and the process was
favored at a pH of 3.6 and concentrations close to 1 mg/L.
183
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
La quitosana es un polímero natural
que se obtiene por desacetilación de
la quitina (Barbosa et al., 2011). La
quitina es el segundo polisacárido
más abundante en la naturaleza des-
pués de la celulosa (Leceta et al.,
2013). Las características químicas
sobresalientes que posee la quitosana
son: gran área superficial, biocompa-
tibilidad, biodegradabilidad, facili-
dad de regeneración superficial,
hidrofobicidad, capacidad de adsor-
ción, etc. (Cao et al., 2015; Peng et
al., 2016) hacen que sea un adsor-
bente alternativo para retener diversos
contaminantes como plaguicidas,
metales pesados e hidrocarburos (Na -
ing et al., 2016). La interacción de los
compuestos y los centros de sorción
de la quitosana ocurren por la pre-
sencia de los grupos amino (-NH
2
) e
hidroxilo (-OH) en su estructura quí-
mica. Actualmente, la principal fuen -
te de quitina procesada a nivel indus-
trial son residuos de las industrias de
procesamiento de alimentos marinos,
principalmente caparazones de crus-
táceos, como camarones, cangrejos
y kril (Mojarrad et al., 2007). La ex-
tracción de la quitosana a partir de
residuos de crustáceos es una prác-
tica que se ha realizado desde hace
mucho tiempo. Sin embargo, estas
metodologías utilizan tratamientos
ácidos y alcalinos en condiciones ex-
tremas de temperatura con la finali-
dad de obtener quitosana con un
grado de desacetilación mayor al 60
% (Naing et al., 2016; Peng et al.,
2016). La obtención de quitina se re-
aliza generalmente aplicando dos
métodos de extracción: el método
químico y el método biológico. El
método químico para la extracción
de quitina implica el uso de ácidos y
NaOH. Para el proceso de desaceti-
lación el NaOH se utiliza en concen-
traciones de 50-80 %, altas tempera-
turas (90-120 °C) y tiempos de reac-
ción relativamente largos (10-15
horas) (Sagheer et al., 2009; Yen et
al., 2009). Cuando la quitina se so-
mete al proceso de desacetilación
con NaOH concentrado, el grupo
ace tamida se convierte en un grupo
amino lo cual da lugar a la quitosana.
La extracción con ácidos y bases
fuertes tiene implicaciones negativas
(Dhillon et al., 2012; Kaur & Dhillon,
2015), como la alteración de las pro-
piedades fisicoquímicas de la qui-
INTRODUCCIÓN
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InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
tina/quitosana, contaminación de
aguas y alto costo en el proceso de
purificación de la mezcla quitina/qui-
tosana. Por lo tanto, métodos de ex-
tracción verde son empleados debido
a su naturaleza respetuosa con el am-
biente. Dentro de este grupo se en-
cuentran los procesos de extracción
enzimáticos (Lopes et al., 2017; You-
nes et al., 2014) y procesos donde el
uso de ácidos y álcalis son remplaza-
dos por solventes menos drásticos
(Flores et al., 2007; Tolesa et al.,
2019). En este sentido, Barrera-Rodrí-
guez et al. (2011) y Flores-Ortega et
al. (2006, 2007), obtuvieron pelícu-
las y esponjas de quitina a partir de
residuos de camarón usando un di-
solvente compuesto por metanol,
agua y cloruro de calcio para sustituir
el uso de HCl y NaOH en los proce-
sos de desmineralización y desprotei-
nización. La metodología propuesta
por Flores-Ortega et al. (2007), per-
mitió obtener quitina evitando el uso
de HCl y NaOH. Aunque la mezcla
de cloruro de calcio, metanol y agua
se ha empleado para obtener quitina,
no hay reportes que muestren su apli-
cación para obtener quitosana. Por lo
anterior expuesto, la presente inves-
tigación reporta un método diferente
de obtención de quitosana utilizando
el disolvente propuesto por Flores-
Ortega et al., (2007), bajo tratamiento
con ultrasonido y temperatura. Asi-
mismo, se evalúa la capacidad de la
quitosana para adsorber desetilatra-
zina, atrazina, simazina y terbutila-
zina; herbicidas de la familia de las
triazinas que son considerados con-
taminantes ambientales por su persis-
tencia en aguas superficiales y subte-
rráneas (Chen et al., 2014; Zhao et
al., 2011).
MATERIALES Y MÉTODOS
Obtención de la harina de residuos
de camarón
Los residuos de camarón fueron ad-
quiridos en la Zona de Pescados y
Mariscos en el Mercado “Nueva
Viga” en la Central de Abastos de la
Ciudad de México (CDMX), México.
Los residuos de camarón se lavaron
con agua para eliminar la materia or-
gánica presente. Los residuos (cásca-
ras y cabezas) se licuaron con agua
en una proporción 1:2 (agua: resi-
duos). La mezcla se filtró y se secó a
60 °C por 18 horas. Una vez secos,
se molieron en un molino para gra-
nos de café (Black & Decker, México)
y se tamizaron en una malla de 149
µm.
Preparación del disolvente MAC-
141©
La preparación del disolvente MAC-
141© se realizó siguiendo las indica-
ciones de Flores-Ortega (2004,
2008).
Paso 1: Mezcla de reactivos
En un balón de destilación de 500
mL se agregaron 99 mL de CH
3
OH,
180 mL de agua destilada y 277,5 g
de CaCl
2
.
Paso 2: Sistema de reflujo
La mezcla de los reactivos se colocó
en un sistema de reflujo a tempera-
tura moderada, menor a 60 °C, evi-
tando la evaporación del metanol.
Extracción de quitina y obtención de
quitosana y caracterización química
de productos
En la Tabla 1, se muestran las condi-
ciones de ultrasonido y temperatura
en las que se realizó el proceso de
extracción para obtener quitosana
con un porcentaje de desacetilación
mayor al 20 %. A los cuatro produc-
tos obtenidos en los experimentos de
la Tabla 1, se les realizaron pruebas
de solubilidad con ácidos concentra-
dos y diluidos (HCl(c), HCl 2 %,
H
2
SO
4
(c), H
2
SO
4
2 %, HCOOH (c),
HCOOH 2 %, CH
3
COOH (c),
CH
3
COOH 2 %), análisis elemental
(AE) y análisis infrarrojo (IR).
Tabla 1. Condiciones de reacción
para el proceso de extracción
de quitina y la obtención de quitosana
Tiempo de Temperatura (°C)
Producto ultrasonido (min) y /tiempo
/temperatura(°C) de secado (h)
QnExt1a 10/60 100/18
QnExt2a 30/60 100/18
QnExt1b 10/60 150/22
QnExt2b 30/60 150/22
QnExt (quitosana extraída o experimental)
Solamente a la muestra “QnExt1b” se
le realizó resonancia magnética nu-
clear (RMN), análisis termogravimé-
trico (TGA, en inglés), microscopía
electrónica de barrido (SEM, en in-
glés) y análisis de fisisorción con Ni-
trógeno (método BET) ya que fue el
compuesto que presentó el mayor
porcentaje de desacetilación.
185
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
Capacidad adsorbente del material
obtenido
La capacidad de adsorción de la qui-
tosana extraída fue evaluada apli-
cando cuatro plaguicidas de las
familias de las triazinas: desetilatra-
zina (DEA), atrazina (ATZ), simazina
(SIM) y terbutilazina (TAZ). Se evalua-
ron los efectos del pH y la concentra-
ción inicial sobre el proceso de ad
sorción. Se prepararon mezclas acuo-
sas de DEA, SIM, ATZ y TAZ a 1 mg/L
y a valores de pH de 3,6, 7 y 10, así
como a 1, 5 y 10 mg/L a un pH de
3,6. Las soluciones se colocaron en
un agitador orbital a 300 rpm a tem-
peratura ambiente (20±2 ºC). Se
tomó 1 mL de muestra a diferentes
tiempos (15, 30, 40, 60, 80 y 90 min)
y se llevaron a sequedad completa
utilizando un evaporador rotatorio al
vacío. Para su análisis mediante cro-
matografía de gases, se reconstituye-
ron con acetonitrilo.
Para cuantificar la capacidad de ad-
sorción del adsorbente con respecto
al compuesto adsorbido (conocido
coloquialmente como adsorbato por
el anglicismo) se cuantificó la dife-
rencia de concentración del compo-
nente adsorbido en la solución, antes
de entrar en contacto con el sólido y
después de que se alcanzó el equili-
brio (Naing et al., 2016). Este proce-
dimiento se llevó a cabo a una
temperatura constante o con interva-
los de variaciones considerados des-
preciables. Esta distribución se expre-
sa como la cantidad de soluto por
unidad de masa del adsorbente (q),
siendo función de la concentración
del soluto (q
e
) o del tiempo (q
t
), a una
temperatura fija (Sakkayawong et al.,
2005). En la Ecuación 1 se expresa la
forma de determinar q
e
:
(1)
donde:
q
e
: cantidad de componente adsor-
bido adherido al adsorbente en
el equilibrio (mg/g)
C
o
: concentración inicial de soluto
en la solución (mg/L)
C
e
: concentración de soluto en el
equilibrio (mg/L)
V: volumen de la solución de ad-
sorbato (L)
W: masa de adsorbente adicionada
(g)
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InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
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ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
El porcentaje de adsorción se deter-
mina por medio de la Ecuación 2:
(2)
donde:
C
o
: concentración inicial de soluto
en la solución (mg/L)
C
e
: concentración de soluto en el
equilibrio (mg/L)
RESULTADOS
Caracterización química
Los resultados de la prueba de solu-
bilidad con diferentes ácidos concen-
trados y diluidos se muestran en la
Tabla 2.
Se realizó la prueba de solubilidad a
la quitosana comercial Sigma-Al-
drich, QnCom, con un porcentaje de
desacetilación cercano al 70 % para
establecer un patrón de comparación
con las muestras obtenidas.
En términos generales, las muestras
presentaron un comportamiento dife-
rente a la referencia. Sin embargo, la
QnExt 1b fue la que se solubilizó en
la mayoría de los disolventes ácidos
evaluados (Tabla 2).
Para determinar el % DD a partir de
datos del análisis elemental (carbono
y nitrógeno) se utilizó la Ecuación 3
(Dos Santos et al., 2009; Kumari et
al., 2015).
(3)
Tabla 2. Resultados de las pruebas de solubilidad
No. Disolvente QnCom QnExt 1a QnExt 2a Qn Ext 1b QnExt 2b
1 HCl(c) S P.S P.S S P.S
2 HCl 2 % P.S P.S I P.S P.S
3 H
2
SO
4
(c) I S S S S
4 H
2
SO
4
2 % I P.S I S I
5 HCOOH (c) S I I P.S I
6 HCOOH 2 % S S I S I
7 CH
3
COOH (c) I I I I I
8 CH
3
COOH 2 % I I I I I
Donde: QnCom=Quitosana comercial Sigma-Aldrich; QnExt: Quitosana experimental; S: soluble; I: insoluble; P.S: parcialmente soluble
188
InfoANALÍTICA 8(2)
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La determinación del % DD utili-
zando el IR se hizo utilizando la
Ecuación 4 (Baxter et al., 1992;
Domszy & Roberts, 1985).
(4)
Los resultados obtenidos para cada
una de las muestras se observan en la
Tabla 3.
Tabla 3. Resultados del análisis elemental para 2,5 mg de cada muestra
Muestra % C % N % H C/N % DD
QnCom 41,262 7,324 7,738 5,63 71,57
QnExt 1a 17,659 2,756 5,487 6,40 26,65
QnExt 2a 13,098 2,109 5,647 6,21 37,74
QnExt 1b 22,193 3,621 3,940 6,12 42,99
QnExt 2b 18,326 2,922 3,090 6,27 34,24
Donde: QnCom=Quitosana comercial Sigma-Aldrich; QnExt:Quitosana experimental
En la Tabla 4, se muestran los resul-
tados de % DD obtenidos después de
analizar los espectros infrarrojos (Fi-
gura 1).
Tabla 4. Porcentajes de desacetilación encontrados
por medio de espectroscopia infrarroja y análisis elemental
Tiempo de Temperatura (°C)
Muestra %DD(IR) ultrasonido (min) y /tiempo
/temperatura(°C) de secado (h)
QnCom 71,08 - -
QnExt 1a 28,08 10/60 100/18
QnExt 2a 31,64 30/60 100/18
QnExt 1b 42,85 10/60 150/22
QnExt 2b 36,01 30/60 150/22
El % DD calculado fue diferente para
cada una de las muestras, lo que in-
dica que las condiciones del método
de extracción influyen en el porcen-
189
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
taje de desacetilación de la quito-
sana. La muestra QnExt 1b fue la que
presentó un % DD mayor (42,99 %
por análisis elemental y 42,85 % por
análisis infrarrojo) y la Figura 2 mues-
tra su espectro de RMN. Se observa
que las señales obtenidas para los
protones no son intensas. Esto se
debe a que la solubilidad del com-
puesto fue parcial en D
2
O a pH=2.
Figura 1. Espectros infrarrojos de la quitosana Sigma Aldrich
y de las quitosanas obtenidas
190
InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
Fue posible determinar el porcentaje
de desacetilación aplicando la Ecua-
ción 5 si se integra en la región de las
señales características (Hirai et al.,
1991).
(5)
Se observa la señal de los protones
del grupo acetil a un desplazamiento
químico de 2,0 ppm, la señal del H
2
(quitosana) a 3,1 ppm y en la mitad
del espectro (3,5–4,0 ppm) las seña-
les de los protones H3–H6 (quito-
sana) y H2–H6 (quitina). El porcenta-
je de desacetilación obtenido apli-
cando la Ecuación 5 fue de 47 %.
La Figura 3 muestra el termograma
realizado en un intervalo de tempe-
raturas de 50–400 °C. Se observa dos
etapas de descomposición a 280 °C
y 323 °C.
Figura 2. H+ RMN de la muestra Qn Ext 1b
191
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
En la Figura 4 se observan las micro-
grafías obtenidas para la Qn Ext 1b.
Se aprecia en ellas que la superficie
del sólido obtenido no es homogé-
nea y posee material particulado de
diferentes tamaños.
Figura 3. Análisis termogravimétrico de la quitosana QnExt 1b
192
InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
Las partículas grandes tienen una su-
perficie lisa mientras que las peque-
ñas forman aglomeraciones de partí-
culas con un tamaño menor a 10 µm.
Las partículas pequeñas presentan
poros, similar a lo reportado por otros
autores (Marei et al., 2016; Yen et al.,
2009).
El análisis de fisisorción con N
2
arro -
jó que la Qn Ext 1b presentó un área
superficial de 2,285 m
2
/g, un volu-
men de poro de 0,003 cm/g y un
radio de 18,328 Å. Relacionando
estos resultados con la clasificación
de poros de la IUPAC, la Qn Ext 1b
presenta micro poros en su superficie
(menores a 20 Å).
Capacidad de adsorción
En la Figura 5 se observan las gráficas
de qe (mg/g) con respecto al tiempo
para cada uno de los plaguicidas eva-
luados a diferentes valores de pH. Se
observa que, a medida que aumenta
el tiempo de contacto, también au-
menta la capacidad de adsorción. Se
puede apreciar que la capacidad de
adsorción de la quitosana fue mayor
Figura 4. Morfología de la muestra Qn Ext 1b (Microscopías electrónicas)
193
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
a pH 3,6, con excepción de la atra-
zina, que presentó la mayor capaci-
dad de adsorción a pH 10.
Figura 5. Variación de la adsorción de la a) DEA; b) SIM; c) ATZ y
d) TAZ con el tiempo a diferentes valores de pH y concentración inicial de 1 mg/L
En la Figura 6 se muestra el efecto de
la concentración inicial de la muestra
a un pH de 3,6, permitiendo determi-
nar la qe (mg/g).
Se observa que, en términos genera-
les, a medida que aumenta la concen-
tración inicial (mg/L), la capacidad
de adsorción también se incrementa
para cada uno de los compuestos es-
tudiados.
194
InfoANALÍTICA 8(2)
Julio 2020
En la Figura 7 se presenta una gráfica
de la variación de la qe con respecto
de la concentración inicial para cada
uno de los compuestos. Se observa
que la mayor capacidad de adsorción
obtenida la presentó la terbutilatra-
zina (0,795 mg/g) a una concentra-
ción de 10 mg/L. En la Figura 8 se
muestran los porcentajes de adsor-
ción de los compuestos para cada
una de las concentraciones evalua-
das y, a diferencia de la Figura 6, los
valores máximos de adsorción se ob-
tuvieron para una concentración de
1 mg/L.
Los valores máximos de qe fueron
obtenidos para las concentraciones
mayores, pero los porcentajes de
adsorción presentaron su máximo a
1 mg/L para la terbutilazina (63 %).
Figura 6. Variación de la adsorción de a) DEA b) SIM c) ATZ y d) TAZ
con el tiempo a diferentes valores de concentración inicial y pH 3
195
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
Figura 7. Variación de qe (mg/g)
con respecto a la concentración inicial
para cada uno de los compuestos
estudiados
Figura 8. Porcentajes de adsorción
para cada uno de los compuestos
evaluados a diferentes concentraciones
DISCUSIÓN
En los espectros infrarrojos de la Fi-
gura 1 se observa que la Qn Ext 1b
presenta las bandas de adsorción ca-
racterísticas de la quitosana en la re-
gión de 3350-3290 cm
-1
que se atribu-
yen a modos vibracionales de estira-
miento -N-H y -OH. La QnExt 2a
presenta el desdoblamiento de la
señal correspondiente a la amida I
(1630 y 1620 cm
-1
) asignada al esti-
ramiento -C-O. Esto concuerda con
otros autores (Antonino et al., 2017;
Cárdenas et al., 2004) y es caracterís-
tico de la α-quitina. La señal de 1550
cm
-1
, que corresponde a la amida II,
solamente se ve definida en la Qn Ext
1a y 2a mientras que en las otras
muestras se encuentra ausente. De
acuerdo con Abdel-Rahman et al.
(2015) esto se debe a que se obtiene
un producto desacetilado. Las ban-
das que aparecen de 1060-1012 cm
-1
corresponden al anillo de piranosa y
al enlace glucosídico (-C-O-C). La
banda intensa que aparece en 1410
cm
-1
en las muestras, así como en la
quitosana comercial a 1374 cm
-1
es
característica del grupo acetamida
(-NHCOCH
3
), lo que indica que una
parte del producto obtenido es qui-
tina. También es importante destacar
la banda en 824 cm
-1
, la cual corres-
ponde al carbonato de calcio (Espín-
dola-Cortés et al., 2017; Mohammed
et al., 2013). Esto indica que el trata-
miento con el disolvente MAC-141©
permite la obtención de quitosana
mineralizada. El % DD fue diferente
para cada uno de los compuestos ob-
tenidos. Si bien, cada uno de los pro-
ductos proviene de un proceso de
extracción bajo condiciones diferen-
tes, es correcto pensar que el % DD
depende del proceso utilizado y,
sobre todo, de la temperatura y
tiempo empleados para llevar a cabo
el proceso de secado de los sólidos
ya que esta es la única diferencia en
el proceso de extracción entre la Qn
Ext 1a (% DD, 28,08) y la Qn Ext 1b
(% DD 42,99) con la Qn Ext 2a (%
DD 37,74) y la QnExt 2b (% DD
34,24) extraídas a 100 °C durante 18
horas y a 150 °C durante 22 horas,
respectivamente). Sin embargo, no es
posible suponer con certeza cuál de
todos los factores es el que influye di-
rectamente en el % DD por lo que se
hace necesario optimizar las condi-
ciones del método y evaluar por
medio de un diseño estadístico de su-
perficie de respuesta la influencia de
cada uno de los factores respecto al
% DD.
De acuerdo con el análisis termogra-
vimétrico de la Figura 3, el com-
puesto Qn Ext 1b solamente presentó
dos etapas de descomposición tér-
mica. Paulino et al. (2006) reportaron
la presencia de tres etapas de des-
composición para la quitosana. La
primera etapa (50-110 °C) es atri-
buida a la evaporación del agua resi-
dual en la molécula. Sin embargo, en
el TGA de la QnExt 1b no se observó
esta etapa de descomposición, indi-
cado que la temperatura utilizada
para secar el sólido después del pro-
ceso de extracción permite evaporar
una mayor cantidad de agua y de me-
tanol que pudieran quedar por el uso
del disolvente MAC-141©. Lo ante-
rior también se corrobora por la au-
sencia de la banda característica de
agua en los espectros infrarrojos. Los
dos picos de descomposición a 280
y 323 °C son atribuidos a la degrada-
ción de la parte de la molécula de
quitina que fue desacetilada (Kumari
et al., 2017; Ziegler-Borowska et al.,
2015).
Las micrografías de barrido de la Fi-
gura 4 indican que el método de ex-
tracción aplicado permite obtener
quitosana en forma sólida con poros
en su superficie. Sin embargo, se
hace necesario mejorar el método de
extracción para obtener un sólido
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con una superficie homogénea y po-
rosa que mejore la capacidad de ad-
sorción de la quitosana como, por
ejemplo, una etapa de secado y de
pulverización menos drástica, como
el secado por aspersión.
Capacidad de adsorción
La capacidad de adsorción, qe, del
compuesto QnExt 1b (Figura 5) au-
menta a medida que lo hace el
tiempo de contacto. Esto se debe a la
disponibilidad de los sitios activos en
el compuesto y al equilibrio de ad-
sorción, que para todos los compues-
tos se alcanza después de los 40 min.
También se puede apreciar que la ca-
pacidad de adsorción de la quitosana
fue mayor a pH 3,6, con excepción
de la atrazina, que presentó la mayor
capacidad de adsorción a pH 10 (Fi-
gura 6).
Muchas de las propiedades caracte-
rísticas de la quitosana se deben a su
naturaleza de polielectrolito catió-
nico (Kasaai et al., 2000; Rinaudo,
2008). La quitosana se protona a pH
inferiores de 6,5 (pKa = 6,5) y, depen-
diendo de la naturaleza del compo-
nente adsorbido, pueden ocurrir
diferentes mecanismos de adsorción,
por ejemplo: interacciones electros-
táticas, de formación de complejos,
puentes de hidrógeno, etc. Un factor
determinante en la capacidad de ad-
sorción de la quitosana es el porcen-
taje de los grupos aminos en el
polímero, ya que de él depende el
número de cargas positivas o proto-
naciones y de la distribución de estas
cargas en el polímero. A un pH de
3,6 la quitosana se encuentra proto-
nada y las triazinas evaluadas se en-
cuentran en su forma neutra. Por lo
que no puede ocurrir adsorción por
medio de interacciones electrostáti-
cas y es posible que la adsorción se
lleve a cabo por interacciones pola-
res. Por el valor de pKa de las triazi-
nas (1,7 para la ATZ y SIM, 3,79 para
la DEA y 2,0 para la TAZ) se esperaba
que a este valor de pH las fuerzas de
repulsión electrostáticas fueran ma-
yores y, por ende, disminuyera la ca-
pacidad de adsorción. Sin embargo,
este no fue el comportamiento obser-
vado. Es posible que el % DD del
compuesto (42,85 %) y la pureza de
este interfieran en el proceso de ad-
sorción. En otras palabras, solamente
es posible la protonación del 42,85
% del polímero y esto puede estar
afectado por la presencia del carbo-
197
ADSORCIÓN DE TRIAZINAS POR QUITOSANA
OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
Borja et. al., 181–205
nato de calcio y, por eso, no hubo re-
pulsiones entre la quitosana y las tria-
zinas y se obtuvo una mayor
capacidad de adsorción a un valor de
pH de 3,6.
La capacidad de adsorción a pH 7 es
casi nula para todos los compuestos.
Este comportamiento podría atri-
buirse a que, a este valor de pH, la
quitosana y las triazinas se encuen-
tran en forma molecular y es posible
que la formación de puentes de hi-
drógeno se vea afectadas por la au-
sencia de protones en el medio.
A medida que aumenta la concentra-
ción inicial, la capacidad de adsor-
ción del compuesto Qn Ext 1b
también aumenta para cada uno de
los compuestos (Figura 6), lo que in-
dica que existen suficientes sitios ac-
tivos en el adsorbente para
interaccionar con los compuestos.
De los plaguicidas evaluados, la TAZ
es la que presenta mayor volumen
molecular, debido a la presencia del
grupo isobutil en su estructura. Esto
indica que los sitios activos en el ad-
sorbente podrían ser el factor que li-
mita la capacidad de adsorción de la
quitosana. A mayor concentración
del plaguicida, hay una saturación de
los sitios activos disponibles y, por
ende, disminuye la capacidad de ad-
sorción de la quitosana (compuesto
Qn Ext 1b). Estas pruebas de adsor-
ción de desetilatrazina, atrazina, si-
mazina y terbutilazina en quitosana
no tienen antecedentes en la biblio-
grafía, por lo que, los resultados ob-
tenidos en esta investigación son, tal
vez, algunos de los primeros reportes
referentes al tema. La capacidad de
adsorción de la quitosana ha sido
evaluado principalmente frente a me-
tales pesados (Niu et al., 2017), colo-
rantes (Yuan et al., 2016) y glifosato
(Carneiro et al., 2015). Naturalmente,
la quitosana combinada con otros
componentes tiene otros usos, in-
cluso, para fines médicos: Algunos
autores usan a la quitosana para
dopar catalizadores con objeto de
descomponer las triazinas mediante
fotocatálisis o para objetivos médi-
cos, especialmente en el cáncer, pro-
duciendo nanopartículas donde la
quitina es un componente (Qiu et al.,
2014; Wu y Zhang, 2018; Yuan et al.,
2010, en Singh et al., 2020), aunque
estos usos no están relacionados con
el objetivo de esta investigación.
198
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OBTENIDA DE RESIDUOS DE CAMARÓN
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La caracterización química indicó
que el compuesto obtenido a partir
de los residuos de camarón fue qui-
tosana, con un % DD promedio del
44,28 %, con poros en su superficie
y partículas aglomeradas en la super-
ficie que posiblemente sean carbo-
nato de calcio. Por tanto, sí es posible
la obtención de quitosana aplicando
el disolvente MAC-141©. Sin em-
bargo, se hace necesario el estudio
de más variables para mejorar el pro-
ceso de extracción y la morfología
del polímero. El método propuesto es
una alternativa al método químico
convencional.
La capacidad de adsorción de la qui-
tosana con respecto de los plaguici-
das triazínicos se vio afectada por la
concentración inicial y el pH de las
muestras. Es posible que el % DD y
la pureza del compuesto afecte el
proceso de adsorción y por eso hay
una mejor capacidad de adsorción a
pH ácido (3,6) que a pH neutro. Tam-
bién es posible que la presencia del
carbonato de calcio interfiera en la
protonación de la quitosana a pH in-
feriores a su valor de pKa (6,5).
Es posible optimizar estos factores en
experimentos futuros, a fin de obte-
ner un material idóneo para la extrac-
ción de contaminantes a bajas con-
centraciones. La quitosana obtenida
presentó la capacidad de adsorber la
atrazina, la desetilatrazina, la terbu-
tilazina y la simazina en soluciones
acuosas. Esta capacidad de adsorción
se vio favorecida a una concentra-
ción de 1 ppm y a un pH de 3,6,
donde las condiciones del medio son
adecuadas para que ocurra la adsor-
ción de los compuestos en la super-
ficie de la quitosana.
CONCLUSIÓN
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